Репликация что это такое в медицине
Репликация вирусов
Репликация вирусов
Размножение вируса, или репликация, является весьма характерным процессом, свойственным только обитателям этого особого мира природы. Как известно, рост организмов растительного и животного мира природы невозможен без деления клеток. Вирус же вообще не увеличивается в размерах. Вирусные частицы появляются сразу «взрослыми» в результате своеобразного процесса, названного репликацией. Но самое поразительное — то, что в продуцировании новых вирусных частиц участвует только одна нить: одинарная цепочка нуклеиновой кислоты.
Проследим за нуклеиновой кислотой бактериофага, проникшей в клетку бактерии. Первым делом ДНК выключает жизненно важные для клетки хозяина процессы. Затем начинают образовываться специфические вещества ферменты, идущие на строительство молекул ДНК, точно таких же, какие были и у бактериофага. Примерно через 8 мин образование ферментов замедляется и начинают образовываться белки капсидов. На строительство цепочек нуклеиновых кислот потомства кроме ферментов идет часть родительской ДНК бактериофага и разбитая ДНК хозяина. Капсиды новых бактериофагов строятся из вновь образованных белков; сюда же идет часть белков разрушенной клетки и старого бактериофага.
Примерно через 15 мин после инфицирования в клетке бактерий образуется столько вирусных частиц, что им становится тесно. Они разрывают оболочку хозяина и вырываются наружу, заражают новые клетки бактерий и т. д.
Репликация вирусов как сборочный конвейер
Часто процесс репликации вирусов сравнивают с заводским сборочным конвейером, действующим по заранее разработанному технологическому процессу. Сначала под руководством ДНК идет изготовление строго определенных элементов деталей. Далее ДНК вырабатывает белки своей сферы и ядрышко, вокруг которого белки под влиянием электростатических сил собираются в сферу. Ядрышко уничтожается, после того как образовалась головка-сфера. Один из ответственейших моментов сборки — заполнение сферы цепочкой ДНК. К этому моменту из отдельных участков «цеха сборки» к «главному конвейеру» подаются недостающие детали бактериофага: стержень, сократительные кольца, пластинки, нити. Эти детали друг за другом прикрепляются к сфере.
Интересно, что «рабочие» операции по сборке вирусов сходны с процессами зарождения и развития более сложных организмов. Не заимствованы ли эти приемы из мира вирусов?
Кстати, технические приемы репликации различных видов вирусов не только состоят из общих операций, но имеют и некоторые особенные черты. Так, вирусы оспы размножаются в цитоплазме, а вирусы группы герпеса и аденовирусы — в ядре. В процессе построения нуклеиновых кислот участвуют разрушенные системы клетки хозяина. Следовательно, вирусам оспы и аденовирусам придется использовать различный строительный материал. Эти вирусы относятся к группе крупных вирусов. Например, в молекуле ДНК вируса осповакцины закодировано около 500 белков. Цикл размножения длится более 20 ч. Можно представить, как сложно контролировать процесс репликации вируса! И если системы, отвечающие за последовательность сборки, хоть раз ошибутся, вирусу не удастся «самособраться». Запомните это уязвимое место в процессе репликации.
РЕПЛИКАЦИЯ
Репликация (позднелат. replicatio повторение; син. редупликация) — процесс биосинтеза молекул дезоксирибонуклеиновых кислот, в результате к-рого из одной молекулы образуются две дочерние, полностью идентичные материнской. Репликация дезоксирибонуклеиновых кислот (см.) обеспечивает передачу полного комплекса наследственной генетической информации от поколения к поколению (см. Наследственность). Свойство молекул ДНК редуплицироваться проявляется и в репродукции хромосом (см.) высших организмов.
Согласно модели, предложенной Дж. Уотсоном и Ф. Криком, молекула ДНК представляет собой двойную спираль, построенную из комплементарных друг другу цепей дезоксирибонуклеотидов. В процессе Репликации водородные связи между парами нуклеотидов разрываются и к ним присоединяются новые, комплементарные соответствующим дезоксирибонуклеотидам дезоксинуклеозидтрифосфаты. Процесс соединения нуклеотидов в полинуклеотидную цепь происходит с отщеплением пирофосфата. Репликация ДНК носит характер полуконсервативного процесса, т. е. каждая дочерняя двойная спираль включает в себя одну материнскую и одну вновь синтезированную полинуклеотидную цепь.
Образованию вилки репликации предшествует взаимодействие с молекулой ДНК особого белка (ДНК-раскручивающего белка), устраняющего суперспиральные витки и локально раскручивающего двойную спираль ДНК. Предполагают, что ДНК-раскручнвающий белок встраивается в дезоксирибозофосфатную цепь. Эта реакция обратима: после высвобождения ДНК-раскручивающего белка спиральная структура ДНК восстанавливается. Локальное расхождение комплементарных цепей ДНК обеспечивают белки-дестабилизаторы двойной спирали ДНК. Присоединяясь к ДНК, белки-дестабилизаторы снижают термостабильность ее молекулы, к-рая приобретает способность плавиться при температуре на 40° ниже обычной температуры плавления.
Рост новой цепи ДНК в вилке репликации катализируется ферментом ДНК-полимеразой (см. Полимеразы). В клетках высших организмов и бактерий обнаружено несколько форм ДНК-полимераз, но Р. генома у эукариотов осуществляется только под действием ДНК-полимеразы а, а у бактерий — ДНК-полимеразы III. Комплементарные цепи двойной спирали ДНК антипараллельны по ориентации углеродных атомов дезоксирибозы (см.). Следовательно, при движении вилки репликации одна дочерняя цепь должна нарастать в направлении 5′ —> 3′, а другая — в направлении 3′ —> 5′. Вместе с тем все ДНК-полимеразы способны присоединять новые нуклеотиды только к З’-гидроксильной группе дезоксирибозы растущей цепи ДНК, тем самым обеспечивая синтез только в направлении 5′ —> 3′, т. е. первым образуется 5′-конец новой цепи. Сама ДНК-полимераза к тому же не способна инициировать синтез новых цепей на одноцепочечной ДНК-матрице. Было установлено, что обе эти трудности преодолеваются путем синтеза на одной цепи коротких полинуклеотидных фрагментов с полярностью 5′ —> 3′ в направлении, противоположном движению вилки репликации (рис. 2). При этом инициацию Р. каждого нового фрагмента ДНК осуществляет фермент РНК-полимераза (так наз. примаза), при участии к-рого на ДНК-матрице синтезируется инициатор (затравка) — короткий участок РНК (так наз. РНК-праймер), к 3′-гидроксильной группе рибозы к-рого ДНК-полимераза начинает присоединять дезоксирибонуклеотиды. Впоследствии РНК-праймер удаляется экзонуклеазой (см. Нуклеазы), а образовавшаяся брешь закрывается ДНК-полимеразой. У Escherichia coli 5′ —> З’-экзонуклеазной активностью обладает ДНК-полимераза I.
Отдельные полинуклеотидные фрагменты сшиваются между собой ферментом ДНК-лигазой (КФ 6.5.1.1; 6.5.1.2). При этом одна из двух цепей ДНК растет непрерывно (ведущая нить), а другая — прерывисто (запаздывающая нить). Фрагменты прерывистого синтеза ДНК называют фрагментами Окадзаки (Оказаки) по имени открывшего их японского ученого Окадзаки (R. Okazaki). У бактерий фрагменты Окадзаки имеют длину ок. 1000 нуклеотидных пар, а их РНК-праймер — 50—200 нуклеотидных пар. У высших организмов фрагменты Окадзаки состоят приблизительно из 150—200 нуклеотидных пар, а их РНК-праймер — из 10—20 пар.
Присоединив очередной нуклеотид к растущей цепи ДНК, ДНК-полимераза «сверяет» его с партнером на цепи-матрице, и в случае несоответствия паре (А — Т или Г — Ц) та же полимераза проявляет 3′ —> 5′-экзонуклеазную активность, удаляя ошибочно присоединенный нуклеотид. Т. о. осуществляется коррекция, обеспечивающая высокую точность процесса Р. молекул ДНК, что определяет сохранность наследственной информации в ряду поколений клеток и организмов.
В клетках, размножающихся путем митоза (см.), и у бактерий репликация ДНК происходит между актами деления клеток; в мейозе (см.) ДНК редуплицируется один раз перед двумя следующими друг за другом делениями, что приводит к редукции (уменьшению) вдвое количества ДНК (как и числа хромосом) на клетку. Этот отрезок интерфазы называют периодом синтеза ДНК или S-периодом.
Репликацияначинается (инициируется) в определенных участках молекулы ДНК (по терминологии Ф. Жакоба — репликаторах), первичная структура к-рых характеризуется высоким содержанием пар А — Т и наличием так наз. обратных повторов (палиндромов). От точки инициации движутся либо одна, либо две вилки репликации (в последнем случае они движутся в противоположные стороны), обеспечивая элонгацию (удлинение) вновь синтезирующихся участков молекулы ДНК. Терминация (окончание) Р. происходит либо при слиянии двух вилок репликации, двигающихся навстречу друг другу, либо в специальных точках терминации Р.
Отрезок молекулы ДНК, реплицирующийся в результате одного акта инициации, называют единицей репликации или реплпконом. В геноме бактерий, как правило, имеется всего один участок инициации Р., связанный с клеточной мембраной. Кольцевая молекула ДНК генома бактерии реплицируется как один репликон. В геноме эукариотов Р. осуществляется полирепликонно, т. е. инициация Р. происходит одновременно во многих точках по длине молекул ДНК. Установлено, что на молекулах ДНК генома эукариотов имеется большое число потенциальных точек инициации Р., расположенных на расстоянии 1—4 мкм друг от друга. В зависимости от того, сколько потенциальных точек инициации вовлечены в Р., может меняться размер репликона. Напр., при репликации ДНК в дробящихся яйцах дрозофилы, где деления клеток следует очень быстро одно за другим, в Р. включается каждая вторая или третья потенциальная точка Р. и размер репликации равен 9—12 мкм; при удвоении ДНК соматических клеток эукариотов в Р. участвует в среднем 1 из 10 или даже из 100 потенциальных точек инициации Р. и размер репликонов увеличивается до 30—300 мкм.
Репликация ДНК вирусов в основном сходна с репликацией ДНК высших животных и бактерий; она осуществляется ферментами клетки хориона. В нек-рых случаях (вирусы герпеса) РНК-затравка обнаруживается в составе вирионной ДНК. У онкогенных ДНК-содержащих вирусов (паповавирусы) ДНК может интегрировать в геном клетки, после чего репликация вирусной ДНК происходит вместе с ДНК клетки.
Репликация большинства РНК-содержащих вирусов осуществляется вирусспецифическими ферментами — РНК-зависимыми РНК-полимеразамн (репликазы), к-рые достраивают комплементарную нить на вирионной РНК-матрице, образуя так наз. репликативные формы РНК.
У онкогенных РНК-содержащих вирусов (см. Ретровирусы) Р. осуществляется ферментом РНК-зависимой ДНК-полимеразой (обратная транскриптаза, ревертаза), к-рый синтезирует ДНК-копию вирусного генома, способного встраиваться в геном клетки (см. Вирусы).
У бактерий и эукариотов, как правило, в каждом цикле деления клеток должна реплицироваться вся ДНК и при этом только один раз. Это значит, что должны существовать регуляторные системы, контролирующие инициацию Р. и отличающие родительские и дочерние молекулы. Механизм такой регуляции пока не ясен.
В определенных случаях (в норме и при патологии) может происходить многократная Репликация всего генома без последующего деления клетки (это приводит к возникновению полиплоидных ядер ) или Р. отдельных частей генома без Р. всего генома, так наз. экстрарепликация (напр., амплификация ДНК рибосомного гена в оогенезе нек-рых животных). Описаны случаи недорепликации части ДНК генома в клетках эукариотов. Это касается только ДНК гетерохроматина, в к-ром нет генов, необходимых для жизнеобеспечения клетки.
Сходство ферментов Репликации и основных процессов, происходящих в вилке репликации, у прокариотов и эукариотов свидетельствует о высокой эволюционной стабильности и жестком генетическом контроле процесса репликации ДНК. Нарушения нормального процесса Репликации влияют на деление и могут привести к гибели клеток.
Библиография: Бостон К. и Самнер Э. Хромосома эукариотической клетки, пер. с англ., с. 248, М., 1981; Корнберг А. Синтез ДНК, пер. с англ., М., 1977; Уотсон Д ж. Молекулярная биология гена, пер. с англ., М., 1978; DNA synthesis, ed. by J. Molineux a. M. Kohiyama, N. Y.— L., 1978; Jacob F., Brenner S. a. Сuzin F. On the regulation of DNA replication in bacteria, Cold Spr. Harb. Symp. quant. Biol., v. 28, p. 329, 1963.
Репликация что это такое в медицине
Репликация митохондриальной и ядерной ДНК происходит в разные фазы клеточного цикла. Несмотря на то что общая последовательность стадий при репликации ядерной ДНК у высших существ (эукариот) и у бактерий (прокариот) одинакова, сам процесс имеет незначительные отличия. Так, у эукариот во время репликации ДНК (ядерная) остаётся в нуклеосомной конфигурации.
Фрагменты ДНК, богатые парами оснований Г—Ц (R-полосы эухроматина в уплотнённом хроматине), экспрессируют гены «домашнего хозяйства», которые функционируют во всех клетках организма. Данные фрагменты реплицируются на ранней стадии S-фазы. Участки гетерохроматина, богатые парами оснований А—Т (G-полосы), экспрессируют небольшое количество генов и реплицируются на поздней стадии S-фазы.
Гены с большим содержанием пар А—Т, кодирующие различные свойства и функционирующие лишь в определённых клетках, входят в состав факультативного гетерохроматина. Их репликация происходит на ранней стадии S-фазы только в тех клетках, в которых они экспрессируются, и на поздних стадиях — в клетках, где экспрессии не происходит.
Область спирали ДНК, которая в начале репликации раскручивается в первую очередь, называют участком начала репликации (репликоном). В этом месте двойную нить расплетает фермент хеликаза, раскрывающий последовательность оснований. Процесс репликации происходит вдоль одной цепи со скоростью примерно 40-50 нуклеотидов в секунду одновременно в обоих направлениях. У высших существ имеется множество репликонов, расположенных на расстоянии 50 000—300 000 п.н. В месте разделения нити ДНК возникают репликационные вздутия, на каждом конце которого формируется репликационная вилка.
Новая ДНК синтезируется при участии ферментов, называемых ДНК-полимеразами, из дезоксирибонуклеотидтрифосфатов (АТФ, ГТФ и др.), которые превращаются в монофосфатные нуклеотиды (АМФ, ГМФ и др.). Отщепление и гидролиз пирофосфатов из трифосфатов обеспечивают процесс энергией и обусловливают его полную необратимость, делая молекулу ДНК достаточно устойчивой.
Все ДНК-полимеразы могут выстраивать новую ДНК только в направлении от 5′- к 3′-концу. Это означает, что ферменты должны двигаться вдоль матричной цепи от 3′- к 5′-концу. В связи с этим репликация может непрерывно происходить от репликона только по одной цепи, называемой опережающей. Из-за расположения Сахаров репликация по второй, отстающей цепи происходит только на коротких отрезках, известных как фрагменты Оказаки.
Длина новых фрагментов ДНК, образующихся вдоль отстающей цепи, в среднем составляет 100—200 пар нуклеотидов. Во время синтеза фрагменты Оказаки сшивает между собой фермент ДНК-лигаза. В ожидании репликации стабильность первичной одноцепочечной нуклеотидной последовательности отстающей цепи поддерживается белком, связывающим одноцепочечную ДНК (или спиральдестабилизирующим белком).
Для синтеза опережающей цепи необходим фермент ДНК-полимераза S, а для синтеза отстающей — ДНК-полимераза а. Последняя имеет субъединицу, называемую ДНКпраймазой, которая синтезирует короткую РНК-затравку, играющую роль праймера. Репликация мито-хондриальной ДНК происходит независимо от процессов в ядре. При этом используется ряд других ферментов, один из которых — ДНК-полимераза у.
В геноме присутствует большое количество копий пяти гистонных генов, благодаря чему происходит синтез множества гистонов (особенно во время S-фазы), которые сразу после репликации связываются с новой цепью ДНК.
Следует отметить, что процесс репликации носит название полуконсервативного, так как в состав дочерних молекул ДНК входит одна первичная цепь и одна синтезированная.
Репликация теломер ДНК
Основной проблемой синтеза ДНК на конце отстающей цепи служит то, что ДНК-полимеразе а необходимо прикрепиться выше конца последовательности, которая реплицирована, и работать проксимально в направлении от 5′- к 3′-концу. Для решения этой проблемы нужен ДНК-синтетический фермент теломераза, который продлевает отстающую цепь.
Теломераза — рибонуклеопротеин, содержащий матричную РНК с последовательностью 3′-ААУЦЦЦААУ-5′, которая комплементарна полутора повторам шестиосновной теломерной ДНК (5′-ГГГТТА-3′). Фрагмент последовательности 3′-ААУ РНК-теломеразы связывается с терминальным концом ТТА-5′ матричной отстающей цепи, при этом остальная часть РНК остаётся свободной. Затем к этой матричной РНК присоединяются дезоксирибонуклеотиды, тем самым продлевая повторяющуюся последовательность в ДНК на один сегмент.
После этого теломераза отщепляется и направляется к другому терминальному концу с последовательностью ТТА-5′, и процесс повторяется. Как только возникает достаточно длинный терминальный повтор, ДНК-полимераза а прикрепляется к полученному одноцепочечному фрагменту и достраивает вторую цепь по методу комплементарности в проксимальном 5’—3′-направлении, двигаясь к уже существующему двухцепочечному участку, последующее слияние с которым происходит благодаря действию ДНК-лигазы.
Репаративные механизмы ДНК
Иногда в растущую цепь случайно вклинивается неправильное основание, однако, к счастью, у здоровых клеток присутствуют пострепликационные репаративные ферменты и система коррекции ошибочного спаривания оснований, которые исправляют подобные ошибки. В основе механизма действия данных систем лежат удаление и замена ошибочно вставленных оснований в соответствии с последовательностью матричной цепи. Для их функционирования необходимы ДНК-полимеразы b и е.
Значение ДНК для медицины. Патология пострепликационных механизмов репарации иногда обусловливает предрасположенность пациентов к некоторым онкологическим заболеваниям. К ним относят синдром множественной ломкости хромосом (синдром Блума), наследственную предрасположенность к раку молочной железы, вызванную мутациями генов BRCA1 и BRCA2, и аутосомно-доминантную форму рака кишечника (наследственный неполипозный рак толстой кишки).
Существует теория, утверждающая, что после каждого клеточного цикла теломеры укорачиваются на один повтор, а следовательно, количество делений клетки ограничено числом повторов в теломерной цепи. Согласно этому бесконечный рост и деление опухолевых клеток происходят из-за присутствия активных мутантных теломераз, которые препятствуют разрушению теломер.
Редактор: Искандер Милевски. Дата обновления публикации: 18.3.2021
— Вернуться в содержание раздела «генетика» на нашем сайте
12 методов в картинках: полимеразная цепная реакция
12 методов в картинках: полимеразная цепная реакция
Авторы
Редакторы
Полимеразная цепная реакция почти для каждого из нас стала обыденностью, даже если этот каждый никогда и слов таких не слышал. Медицинские центры наперебой предлагают диагностировать у вас все мыслимые болезни с помощью «ПЦР-анализа». Но задумывались ли вы о том, что это за анализ? как там всё работает? для чего еще применяют ПЦР? и есть ли какие-то альтернативные, менее дорогие, трудоёмкие и, может быть, более эффективные методы анализа? Нет? А мы вам всё равно об этом расскажем.
12 биологических методов в картинках
Генеральный партнер цикла — компания «Диаэм»: крупнейший поставщик оборудования, реагентов и расходных материалов для биологических исследований и производств.
Партнер этой статьи — Bio-Rad
Компания Bio-Rad Laboratories, Inc. USA («Био-Рад», США) является одним из мировых лидеров производства оборудования и реагентов для научных исследований. В рамках взаимодействия с научными, медицинскими, биотехнологическими и образовательными организациями «Био-Рад» предлагает современные технологии, оборудование и реагенты.
Одна из главных миссий «Биомолекулы» — докопаться до самых корней. Мы не просто рассказываем, какие новые факты обнаружили исследователи — мы говорим о том, как они их обнаружили, стараемся объяснить принципы биологических методик. Как вытащить ген из одного организма и вставить в другой? Как проследить в огромной клетке за судьбой нескольких крошечных молекул? Как возбудить одну крохотную группу нейронов в огромном мозге?
И вот мы решили рассказать о лабораторных методах более системно, собрать воедино в одной рубрике самые главные, самые современные биологические методики. Чтоб было интереснее и нагляднее, мы густо проиллюстрировали статьи и даже кое-где добавили анимации. Мы хотим, чтобы статьи новой рубрики были интересны и понятны даже случайному прохожему. И с другой стороны — чтобы они были так подробны, что даже профессионал мог бы обнаружить в них что-то новое. Мы собрали методики в 12 больших групп и собираемся сделать на их основе биометодический календарь. Ждите обновлений!
Полимеразная цепная реакция (ПЦР, PCR) — метод молекулярной биологии, позволяющий создать копии определенного фрагмента ДНК из исходного образца, повысив его содержание в пробе на несколько порядков.
Изобретение ПЦР полностью и безвозвратно изменило медицину, науку и нашу жизнь в целом. Появилась возможность быстро и эффективно диагностировать наследственные заболевания и инфекции, определять личность преступников по одному волоску и свободно манипулировать генами. Не будь этого уникального метода, человечество вряд ли оказалось бы на пороге эпохи генной терапии.
История метода
1957 г. Американец Артур Корнберг впервые выделил из бактерий Escherichia coli фермент, который назвал ДНК-полимеразой [1]. Статьи с описанием работы он отправил в Journal of Biological Chemistry, где их отвергли. из-за названия фермента: рецензенты считали, что нужно использовать более точный термин «полидезоксирибонуклеотидполимераза» и что вообще «ДНК» в названии указывает на «генетическую активность» (сущность, составляющую?) фермента, а раз ее нет, то и называть фермент так нельзя [2]. Однако в 1958 году в журнале сменился главный редактор, и статьи наконец увидели свет [3]. А уже в 1959 году Артура Корнберга удостоили Нобелевской премии по физиологии и медицине.
1971 г. Норвежский биохимик Хьелль Клеппе (рис. 2) опубликовал в Journal of Molecular Biology статью, в которой описал метод, очень похожий на ПЦР [4]. С 1968 по 1970 годы Клеппе работал постдоком в Университете Висконсина, в лаборатории Хара Гобинда Кораны — нобелевского лауреата 1968 года за расшифровку генетического кода. Именно в лаборатории знаменитого индийца чуть раньше разработали методики синтеза олигонуклеотидных праймеров — «затравок», необходимых для работы ДНК-полимеразы.
Рисунок 2. Хьелль Клеппе.
Статья, написанная Клеппе в соавторстве с Кораной и посвященная репарационной репликации с помощью ДНК-полимеразы, содержала такие строки: «Можно ожидать, что после охлаждения получатся две структуры, каждая из которых содержит полноразмерную матричную цепь, подобающим образом связанную с праймером. Для завершения процесса репаративной репликации нужно будет добавить ДНК-полимеразу. В результате получатся уже две молекулы исходного дуплекса. Цикл можно повторять, каждый раз добавляя свежую порцию фермента».
К сожалению, эта гипотеза так гипотезой и осталась. Может, Клеппе даже и проводил какие-то эксперименты, но результаты не публиковал.
1976 г. Ученые из США, Эллис Чиен, Дэвид Эдгар и Джон Трела, выделили термостабильную ДНК-полимеразу из бактерии Thermus aquaticus и назвали ее Taq-полимеразой [5]. Этот фермент сохранял активность даже при температурах выше 75 °С.
1977 г. Фредерик Сенгер, английский биохимик и лауреат Нобелевской премии 1958 года за работы по структуре белков [6], предложил метод секвенирования ДНК, сейчас известный как метод Сенгера [7], [8]. Этим он заработал еще одну нобелевскую медаль, в 1980-м, и стал единственным ученым в истории, получившим две «химических» премии [9].
1983 г. Руководитель лаборатории синтеза ДНК в Cetus Corporation (США) Кэри Мюллис (рис. 3) апрельской ночью ехал вдоль побережья из Сан-Франциско в Мендосино, в свой загородный дом. Долгой трехчасовой дорогой он обдумывал отнюдь не проведение выходных, а предстоящий эксперимент по секвенированию ДНК. И тут (по словам Мюллиса) его озарило: он ясно представил процесс амплификации (преумножения) генов, который позже получит название полимеразной цепной реакции.
До работы в Cetus Кэри Мюллис изучал химию в Технологическом институте Джорджии, затем биохимию в Калифорнийском университете в Беркли, а после работал постдоком в Калифорнийском университете Сан-Франциско по направлению «фармацевтическая химия». В 1979 году его пригласили в Cetus синтезировать праймеры для секвенирования, а уже через два года Мюллис возглавил лабораторию синтеза ДНК и автоматизировал производство олигонуклеотидов [10].
Рисунок 3. Кэри Мюллис.
В 1983 году Мюллис участвовал в проекте по изучению серповидноклеточной анемии. Чтобы проанализировать мутации, биологи проводили секвенирование по Сэнгеру, где используется один праймер для синтеза по одной из цепей ДНК. На серпантине по пути в Мендосино Мюллис предположил, что данные будут точнее, если использовать два праймера — для синтеза одновременно по двум цепям. Тогда можно будет сравнить получившиеся фрагменты и исключить неточности. И вот тут-то неожиданное прозрение заставило его вздрогнуть: если повторить цикл несколько раз, то можно получить множество копий нужного фрагмента строго определенной длины — она будет ограничена праймерами, от концов которых навстречу друг другу и будут строиться новые цепи ДНК [11]!
Вернувшись в понедельник в Cetus, Кэри Мюллис сразу направился в библиотеку, где попросил одного из сотрудников найти всю литературу о ДНК-полимеразе. В результате он не обнаружил ничего, касающегося амплификации. Это утверждение — самое слабое место во всей истории, так как в собранной библиотекарем стопке статей просто не могло не быть работы Хьелля Клеппе.
За следующие полгода Мюллис провел два эксперимента для проверки своей гипотезы, но безуспешно. Тогда он предположил, что отрицательный результат связан с большим размером ДНК-матрицы, используемой в опытах, и решил продолжить работу с маленьким вектором pBR322, в который вставил намножаемый ген. И 16 декабря 1983 года Мюллис впервые увидел вожделенные, хоть и слабые, полосы в геле для детекции. Однако другие сотрудники и руководство Cetus не разделили радости Мюллиса: их всё это попросту не интересовало [10].
1984 г. На ежегодной конференции корпорации Cetus в калифорнийском Монтерее Кэри Мюллис представил плакат, рассказывающий об амплификации гена β-глобина. К удивлению автора, и на этот раз его работу обошли вниманием [10].
Чуть позже Мюллису удалось кое-как убедить корпоративных боссов в важности его экспериментов: Cetus, как и многие начинающие компании, вкладывала ресурсы только в те проекты, что сулили прибыль в краткосрочной перспективе. Его освободили от обязанностей главы лаборатории и дали год на исследования ПЦР. И эти эксперименты завершились успешно [10].
1985 г. Мюллис и его группа разработчиков подали заявку на патент, который утвердили 28 июля 1987 года. В том же 1985-м в Cetus начали использовать для ПЦР термостабильную Taq-полимеразу, что значительно упростило работу: раньше перед каждым новым синтетическим циклом в смесь надо было добавлять новую порцию фермента, потому что он быстро выходил из строя от высоких температур. В декабре 1985 года журнал Science опубликовал первую статью Кэри Мюллиса о ПЦР [12].
Тогда же открылось совместное предприятие PerkinElmer Cetus Instruments (PECI), которое выпустило первый прототип ПЦР-циклера — Mr. Cycle (рис. 4). И только в 1987 году в продажу поступил первый общедоступный прибор, PCR-1000 Thermal Cycler.
Рисунок 4. Mr. Cycle — первый прототип ПЦР-амплификатора.
После ухода из Cetus он два года возглавлял молекулярно-биологический отдел в Xytronyx, а в 1992-м открыл компанию по продаже ювелирных изделий с амплифицированной ДНК знаменитостей — Элвиса Пресли, Мэрилин Монро и т.п. [14].
В 1993 году Кэри Мюллис стал лауреатом Нобелевской премии по химии за изобретение ПЦР. Его награждение — до сих пор больной вопрос для норвежского научного сообщества, где первооткрывателем метода считают Хьелля Клеппе.
Сейчас Мюллису 72 года, он работает научным сотрудником Научно-исследовательского института детской больницы Окленда и с 2011 года возглавляет предприятие Altermune LLC, занимающееся изучением иммунитета [14].
Кэри Мюллис нередко выступает на конференциях, рассказывает о своей жизни, работе и, конечно, своем открытии (см. видео 1). Он — прекрасный рассказчик, его всегда интересно слушать.
Видео 1. Выступление Кэри Мюллиса на конференции TED2002
В 1998 году вышла книга Кэри Мюллиса «Танец обнаженного разума» (Dancing naked in the mind field), где в обрамлении автобиографических историй ученый высказывает своё мнение о глобальном потеплении, СПИДе и других волнующих общество вопросах. Мюллис верит в астрологию и считает, что значительного изменения климата не происходит, между ВИЧ и СПИДом нет никакой связи, а все исследования, говорящие об обратном, — плоды заговора ученых-карьеристов с правительствами их стран.
1987 г. Компания Cetus подала патентную заявку на метод ПЦР с Taq-полимеразой, и ее одобрили в октябре 1990 года.
1989 г. Журнал Science объявил Taq-полимеразу молекулой года, а статья сотрудников Cetus о ПЦР с ее использованием [15] несколько лет поддерживала статус самой цитируемой биологической публикации [16].
В августе химический гигант DuPont подал против Cetus иск, в котором утверждал, что патенты на ПЦР получены неправомерно, поскольку этот процесс еще в 1970-х описал Хьелль Клеппе. В ответ на иск Ведомство по патентам и товарным знакам США (USPTO) решило переосвидетельствовать патенты. Но через год объявило, что они останутся действительными: комиссия нашла метод, описанный в работе Клеппе, слишком «неопределенным и сомнительным». К тому же там не упоминалась возможность экспоненциальной репликации — отличительной черты ПЦР. В суде представители DuPont так и не смогли доказать вторичность изобретения Мюллиса. 28 февраля 1991 года, после двух дней работы, суд вынес решение в пользу Cetus [10].
С тех пор Hoffman-La Roche и ее «дочка» Roche Molecular Systems развивают метод полимеразной цепной реакции: у них уже более 1000 связанных с ПЦР патентов и заявок.
Принцип метода
Все мы знаем, что ДНК — это двухцепочечная молекула, где каждая цепочка состоит из звеньев-нуклеотидов. Нуклеотиды составлены из трех молекул: остатка фосфорной кислоты, сахара и азотистого основания. Если сахар и фосфат одинаковы у всех нуклеотидов в ДНК (в РНК сахар другой), то азотистых оснований четыре (если не считать редкие модификации): аденин, тимин, цитозин и гуанин, обозначаемые А, Т, Ц и Г соответственно. В молекулах РНК тимин заменен урацилом. Нуклеотиды соединяются в цепочку, образуя связи между фосфатной группой одного нуклеотида и гидроксильной — другого. В результате на одном конце каждой цепи ДНК «висит» фосфатная группа (5ˊ-конец), а на другом — гидроксильная (3ˊ-конец). Две цепи нуклеотидов расположены в молекуле ДНК антипараллельно, то есть напротив 3ˊ-конца одной находится 5ˊ-конец другой. Чтобы молекула была стабильной, цепочки должны как-то взаимодействовать друг с другом. Это обеспечивают водородные связи, образующиеся между азотистыми основаниями противоположных цепей по принципу комплементарности: А соединяется только с Т (или У в РНК), а Г — с Ц (рис. 5, видео 2). И поэтому, имея одну цепь ДНК, в соответствии с этим правилом легко построить ее пару. Собственно, на этом и основана ПЦР.
Рисунок 5. Строение ДНК.
Видео 2. Строение ДНК.
Типичная реакционная смесь
Рисунок 6. Состав смеси для ПЦР.
Реагенты для ПЦР от «Диаэм»
Основная трудность при постановке ПЦР любой вариации — создать «правильный коктейль» из ингредиентов: выделенной ДНК, ферментов, трифосфатов и буфера в строго определенном оптимальном соотношении. Соблюдение правильного соотношения — большая проблема для лабораторий, где в сутки проводят несколько тысяч ПЦР: достаточно незначительно изменить концентрацию солей магния, и результаты ПЦР будут далеки от идеала.
Готовые смеси для ПЦР: «Экстрамиксы»
Чтобы упросить жизнь лаборантам, «Диаэм» выпускает готовые смеси — «Экстрамиксы» для ПЦР — как для классической вариации, так и для ПЦР с детекцией в режиме реального времени.
Материал предоставлен партнёром — компанией «Диаэм»
Все компоненты смешивают в нужном объеме деионизованной воды в специальных пробирках для ПЦР и помещают в амплификатор (или ПЦР-циклер) (рис. 7, видео 3).
Рисунок 7. Расходные материалы и оборудование для ПЦР. а — ПЦР-пробирки. б — Амплификатор C1000 Touch™ производства Bio-Rad.
Видео 3. Приготовление смеси для ПЦР.
Этапы реакции
Цель ПЦР — получить множество одинаковых двухцепочечных кусочков ДНК строго определенной длины (обычно не более 2–3 тысяч пар нуклеотидов, т.п.н.). Для этого проводят 20–30 циклов реакции. Каждый цикл состоит из трех этапов.
1. Денатурация
Чтобы полимераза могла работать, две цепи ДНК-матрицы нужно разъединить. Для этого реакционную смесь нагревают до 94–98 °С. В таких условиях разрушаются водородные связи между азотистыми основаниями параллельных цепей.
2. Отжиг праймеров
На этом этапе праймеры специфично присоединяются к освободившимся цепям ДНК-матрицы с разных сторон копируемого участка 3ˊ-концами друг к другу (рис. 8, видео 4). Чтобы праймеры могли комплементарно связаться (отжечься) только с нужными участками, при их конструировании необходимо учитывать такую важную характеристику, как температура плавления (Тm). Это расчетная температура, при которой половина праймеров присоединяется к целевому участку ДНК. Отжиг проводят при температуре на 1–5 °С ниже Tm, но не выше оптимальной температуры работы полимеразы, то есть в пределах 40–72 °С [17].
Рисунок 8. Полимеразная цепная реакция. На стадии денатурации цепи ДНК разъединяются, на следующем этапе (отжиг) к ним присоединяются праймеры, а далее полимераза начинает свою работу — синтез новых цепей ДНК (элонгация). И такой цикл повторяется многократно.
Чтобы увидеть рисунок в полном размере, нажмите на него.
Видео 4. Полимеразная цепная реакция.
В идеале праймеры должны соответствовать следующим критериям:
Еще лучше, если на 3ˊ-конце праймера будет гуанин или цитозин: они образуют с комплементарными основаниями три водородные связи (между А и Т образуются две), что делает комплекс праймер—матрица более стабильным.
В реальности редко получается соблюсти все условия из-за множества причин. Однако чем больше критериев соблюдено при создании праймеров, тем выше вероятность правильной их работы.
Чтобы разработать эффективные праймеры, необходимо знать последовательность ДНК у концов целевого участка, и, руководствуясь упомянутыми критериями, выбрать подходящие фрагменты, которым будут комплементарны будущие праймеры. Всё это удобно делать в специальных компьютерных программах — например, PrimerSelect: они и Тm рассчитают, и всякие спаривания изобразят, и вообще вынесут вердикт, удачная это пара праймеров или нет.
3. Элонгация, или синтез ДНК
Однажды ведущий ПЦР-специалист одного ветеринарного диагностического центра, показывая студентам постановку реакции, объяснила, что она потому называется полимеразной, потому что ее результаты наблюдают в полимерном геле. Возможно, есть и другие приверженцы этой гипотезы, однако сразу отметим, что она не верна. Полимеразная эта реакция от того, что в ее ходе фермент ДНК-полимераза последовательно выстраивает цепь ДНК (полимер) из нуклеотидов (мономеров), то есть полимеризует их. И делает она это на третьем этапе ПЦР.
Этот этап чаще проводят при температуре 72 °С — оптимальной для работы Taq-полимеразы. Фермент присоединяется к комплексам праймер—матрица и, выхватывая из раствора нуклеотиды, начинает по принципу комплементарности прилаживать их к 3ˊ-концу праймера (рис. 7). Удлинение, или элонгация, новой цепи ДНК идет с максимальной скоростью 50–60 нуклеотидов в секунду (то есть около 3000 в минуту). Однако при программировании ПЦР-циклера задают время с запасом: по минуте на каждую тысячу пар нуклеотидов.
Каждая вновь синтезированная цепочка ДНК становится, наравне со старой, матрицей для синтеза в следующем цикле. Таким образом, количество нужного продукта в процессе реакции возрастает экспоненциально. После прохождения всех циклов в реакционной смеси образуется столько специфических двухцепочечных продуктов, что их «массив» можно увидеть невооруженным глазом — проведя гель-электрофорез, о котором расскажем ниже.
К сожалению, экспоненциальная амплификация не может длиться вечно. Через 25–30 циклов количество функциональных молекул полимеразы в реакционной смеси истощается. Но чтобы добиться еще большего выхода продукта, содержимое пробирки можно разбавить, например, в 1000 раз и снова использовать для амплификации с уже новыми рабочими компонентами [18].
«Диаэм»: ДНК-амплификаторы на любой вкус
Амплификаторы нуклеиновых кислот с детекцией продуктов по конечной точке для качественной ПЦР и для наработки НК с целью последующего секвенирования: отечественные («ДНК-Технология») и зарубежные (Bio-Rad, Eppendorf, Thermo Fisher Scientific); с возможностью загрузки образцов как в индивидуальных пробирках и стрипах, так и в планшетах на 96 и 384 лунки; с возможностью установки температурного градиента и без; автономные и с подключением к ПК.
Материал предоставлен партнёром — компанией «Диаэм»
Визуализация продуктов ПЦР
Чтобы увидеть, намножились ли нужные участки ДНК, после окончания ПЦР содержимое пробирок подвергают электрофорезу в агарозном или полиакриламидном геле с последующим окрашиванием — так молекулы ДНК разной длины разделяются пространственно и становятся видны невооруженным глазом [19]. Полиакриламидный гель намного плотнее, поэтому больше подходит для разделения очень коротких фрагментов (несколько десятков пар нуклеотидов), при этом можно увидеть разницу даже в один нуклеотид!
Расплавленный при 65 °С гель заливают в специальную форму (плашку) с установленной в ней гребенкой, формирующей лунки (рис. 9). Когда гель застывает, гребенку вынимают, ставят форму в камеру для электрофореза и заливают специальным буфером. Затем в лунки микропипеткой вносят раствор из ПЦР-пробирок, смешанный с краской — чаще бромфеноловым синим. Чтобы потом определять размеры амплифицированных фрагментов, в отдельную лунку вносят маркер молекулярных масс (ladder), содержащий набор кусочков ДНК известных размеров. Камеру подключают к источнику питания и наблюдают за бегущими от электродов волшебными пузырьками. Десятки минут или несколько часов, зависит от размера фрагментов ДНК, плотности геля и приложенного напряжения (видео 5).
Рисунок 9. Подготовка геля для горизонтального электрофореза.
Видео 5. Электрофорез в агарозном геле.
Благодаря отрицательно заряженному сахарофосфатному остову ДНК, фрагменты движутся в геле под действием электрического поля от отрицательного катода к положительному аноду. Более короткие молекулы делают это быстрее, чем длинные. Бромфеноловый синий нужен для того, чтобы следить за продвижением фронта проб в геле и не допустить их выхода за его пределы.
После окончания электрофореза гель вынимают из плашки и, чтобы увидеть расположение фрагментов, вымачивают в растворе флюоресцентного красителя, прочно связывающегося с ДНК. Иногда его вводят в гель еще до залития плашки. Если красителем служит бромистый этидий, внедряющийся между нуклеотидами ДНК, визуализацию проводят под ультрафиолетом (рис. 10).
Рисунок 10. Амплифицированные участки ДНК в агарозном геле после электрофореза. Показаны результаты BOX-PCR — варианта rep-PCR (repetitive extragenic palindromic PCR), в котором с праймером BOX-A1R намножаются повторяющиеся внегенные палиндромы (BOX-мотивы) бактерий. Метод BOX-ПЦР — один из видов геномной дактилоскопии. Он обладает высокой разрешающей способностью, позволяя различать бактерии на уровне штаммов: картина распределения амплифицированных фрагментов в геле уникальна для каждого штамма. Вертикальные дорожки — отдельные пробы, соответствующие разным бактериальным штаммам; горизонтальные полоски на каждой дорожке — фрагменты ДНК разной длины.
фото автора статьи
Если экспериментатор преследовал цель просто понять, есть ли нужная последовательность нуклеотидов в ДНК-матрице, то после визуализации гель выбрасывают. Но нужные фрагменты несложно из геля выделить для дальнейшей работы: чтобы резать их на кусочки для сравнения с другими фрагментами, вставлять в плазмиды для дальнейшего изучения, секвенировать и т.д.
«Диаэм»: гель-документирующие системы и электрофорез
Для визуализации результата гель-электрофореза нуклеиновых кислот, окрашенных красителем, используют специальные устройства — трансиллюминаторы. При этом детекцию проводят как визуально, так и с помощью автоматизированных систем захвата и обработки изображения — гельдокументирующих систем.
Для повышения контрастности картинки, получаемой при детекции амплифицированных фрагментов в агарозном геле, компания Vilber разработала трансиллюминаторы с технологией Super-Bright. Эффективность данной технологии по сравнению с обычным УФ-трансиллюминатором хорошо видна на фото ниже. Специальный светофильтр полностью убирает видимый диапазон свечения ламп, что значительно повышает контрастность получаемой картинки, позволяя детектировать даже малые количества НК в геле.
Данная технология реализована на базе автономных трансиллюминаторов Vilber, а также в составе автоматических гель-документирующих систем E-Box, универсальных систем Fusion FX и высокочувствительных систем Infinity.
«Диаэм»: оборудование для классической ПЦР:
Материал предоставлен партнёром — компанией «Диаэм»
Типы ПЦР
Мы описали типичную качественную ПЦР, позволяющую узнать, есть нужная последовательность в анализируемом образце или нет. В качестве матрицы мы всегда упоминали ДНК, но бывают случаи, когда в распоряжении экспериментатора есть лишь РНК (при исследовании РНК-вирусов) или только она может дать необходимую информацию (при определении уровня экспрессии генов). Тогда используют ПЦР с обратной транскрипцией, или ОТ-ПЦР (RT-PCR; не путать с real-time PCR!).
Помимо качественной, существует количественная ПЦР — для определения количества исходной матрицы в образце. Это ПЦР в реальном времени, или real-time PCR. Ее тоже можно проводить в двух вариантах: с ДНК-матрицей и РНК-матрицей.
ПЦР с обратной транскрипцией
Полимеразная цепная реакция может идти исключительно на матрице ДНК, поэтому если у экспериментатора есть мРНК (матричная РНК, на основе которой строятся клеточные белки), то сначала ее надо как-то «переписать» в ДНК. Для этого применяют реакцию обратной транскрипции, в которой фермент обратная транскриптаза по матрице РНК строит комплементарную ДНК (кДНК) [20]. А потом с этой ДНК проводят обычную ПЦР, как описано выше (рис. 11).
Рисунок 11. Схема ОТ-ПЦР. К одноцепочечной РНК-матрице присоединяется праймер, и обратная транскриптаза синтезирует цепь ДНК, которая потом сама уже служит матрицей для синтеза ДНК в процессе обычной ПЦР.
Впервые ОТ-ПЦР упомянули в 1988 году в журнале Science, в статье о синтезе факторов роста макрофагами [21].
Эту реакцию обычно осуществляют с помощью двух ферментов — обратной транскриптазы и ДНК-полимеразы — либо в двух пробирках (в первой при 37 °С по матрице РНК синтезируют кДНК, затем во второй проводят стандартную ПЦР), либо в одной (все реагенты смешивают вместе, дают отстояться 1 час при 37 °С и помещают в циклер). У каждого из подходов есть свои недостатки и достоинства. В первом случае высока вероятность ошибок при пипетировании и загрязнения образца при переносе во вторую пробирку. Но при этом, однажды проведя обратную транскрипцию, полученную кДНК можно использовать в нескольких экспериментах с разными целями. Во втором случае в ПЦР участвует вся синтезированная кДНК, и повторить реакцию уже невозможно. Однако время проведения эксперимента существенно сокращается. Первый вариант применяют для исследования некоторого набора генов, а второй — при большом количестве образцов, но малом количестве изучаемых генов.
Но ОТ-ПЦР можно проводить и с одним ферментом — Tth-полимеразой. Эту термостабильную полимеразу выделили в 1985 году из бактерии Thermus thermophilus HB-8 [22]. Фермент обладает двойной активностью: в присутствии ионов магния — полимеразной, а в присутствии ионов марганца — обратнотранскриптазной. Причем обе реакции могут идти при 70 °С, что очень важно в случае ГЦ-богатых РНК, которые охотно образуют «шпильки»: высокая температура поддерживает матрицу в денатурированном состоянии, повышает специфичность отжига праймеров и позволяет эффективно копировать сложные молекулы [17].
Однако здесь есть и проблема: в присутствии марганца точность полимеразы сильно снижается, и кДНК содержит множество ошибок. Чтобы этого избежать, после реакции обратной транскрипции в пробирку вносят EDTA, которая образует с марганцем устойчивый комплекс, тем самым выводя его из реакции. Затем добавляют магний и проводят ПЦР [17].
ОТ-ПЦР незаменима при работе с вирусами, геном которых представлен молекулой РНК, в диагностике некоторых видов рака по специфическим транскриптам опухолевых клеток, а также в генной инженерии, если нужно экспрессировать эукариотический ген в бактериальных клетках.
ПЦР (и ОТ-ПЦР) в реальном времени
Этот метод еще называют qPCR (quantitative PCR, или количественная ПЦР), поскольку он позволяет не только обнаружить в пробе целевую нуклеотидную последовательность, но и измерить количество ее копий, а значит, и рассчитать, сколько же было исходной матрицы. Этой матрицей может быть как ДНК (qPCR), так и РНК (RT-qPCR). Понятно, что в последнем случае первой стадией будет обратная транскрипция.
ПЦР в реальном времени разработали в 1992 году в Калифорнии сотрудники Roche Molecular Systems [23]. Они добавили в смесь для ПЦР флуоресцентный краситель бромистый этидий (EtBr) и запустили реакцию под ультрафиолетовым светом, который заставлял EtBr светиться. Весь процесс, а следовательно, и усиление свечения при накоплении копий ДНК, исследователи записали на видеокамеру. Затем они смогли подсчитать исходное число копий целевого фрагмента в реакционной смеси.
Метод real-time PCR не требует визуализации продуктов реакции с помощью гель-электрофореза — их накопление фиксируют в реальном времени оптические датчики, вмонтированные в амплификатор и настроенные на определенную длину волны, испускаемую флуоресцирующими метками (рис. 12). При этом используют два типа меток: интеркалирующие агенты («коллеги» EtBr) и зонды с флуорофорами [24].
Рисунок 12. Амплификатор для qPCR CFX384 Touch™ от Bio-Rad.
Самый популярный интеркалирующий агент — SYBR Green, флуорофор, резко увеличивающий флуоресценцию (в 1000 раз) после связывания с двухцепочечной ДНК (рис. 13). Таким образом, увеличение флуоресценции будет пропорционально увеличению количества ДНК в каждом цикле ПЦР. К сожалению, интеркалирующие агенты обладают низкой специфичностью: они могут связываться и с «побочными» продуктами реакции, и с димерами праймеров. Однако тщательный подбор праймеров и условий ПЦР минимизируют этот недостаток [24].
Рисунок 13. Некоторые виды меток для ПЦР в реальном времени.
Систем зондов с флуорофорами достаточно много (рис. 13). Подробно разберем лишь три самых распространенных.
Применяют ПЦР в реальном времени для анализа экспрессии генов, одиночных нуклеотидных полиморфизмов (SNP) и хромосомных аберраций, для обнаружения конкретных патогенов и, в последние годы, белков (иммуно-ПЦР в реальном времени) [26].
«Диаэм»: всё оборудование и реагенты для ПЦР на одном сайте
ДНК-амплификаторы для ПЦР в реальном времени для решения любых задач: от узкоспециализированных приборов для медицинских учреждений до универсальных широкопрофильных систем для лабораторий научного направления.
Амплификаторы НК с детекцией в режиме реального времени: отечественные («ДНК-Технология») и зарубежные (Bio-Rad, Eppendorf, Thermo Fisher Scientific); с возможностью загрузки образцов как в индивидуальных пробирках и стрипах, так и в планшетах на 96 и 384 лунки; имеющие от 3 до 6 каналов детекции; автономные, с подключением к ПК и интегрируемые в автоматизированные станции.
Материал предоставлен партнёром — компанией «Диаэм»
Иммуно-ПЦР в реальном времени
Рисунок 14. Схема иммуно-ПЦР в реальном времени.
ПЦР служит для качественного и количественного определения в пробе нуклеиновых кислот. Но во многих случаях необходимо детектировать ферменты, гормоны, токсины, антитела и другие молекулы. В большинстве случаев для этого используют метод ИФА (иммуноферментный анализ). Чувствительность метода позволяет определять даже несколько нанограммов антигена в пробе, однако отдельные молекулы ИФА выявить не в состоянии [27].
Чтобы устранить такой недостаток, ученые решили попробовать соединить ИФА и ПЦР. Технологию иммуно-ПЦР (иПЦР, IPCR) разработали сотрудники Калифорнийского университета в Беркли в 1992 году [28]. Сначала для визуализации результатов использовали гель-электрофорез, но сегодня в большинстве случаев применяют ПЦР в реальном времени.
Суть метода заключается в следующем. Пробы, где ищут нужную молекулу (гормон, токсин и т.п.), помещают в специальные пробирки, материал которых обладает высокой антигенсвязывающей способностью и термостойкостью. Далее к пробам добавляют специфические антитела с «пришитыми» к ним ДНК-метками длиной 150–300 п.н. (существует множество вариантов таких систем, но здесь разберем самый простой). Когда антитела присоединятся к искомым молекулам (антигенам), иммобилизованным на стенках пробирок, производят многократную промывку, чтобы удалить непрореагировавшие меченые антитела (рис. 14). Затем в эти же пробирки заливают смесь для qPCR (с интеркалирующим агентом или зондом), помещают их в циклер и проводят реакцию, во время которой амплифицируются ДНК-метки на антителах, связанных с антигенами. Так получают сведения не только о наличии антигенов в пробе, но и об их количестве [29], [30].
Иммуно-ПЦР по разрешающей способности превосходит ИФА на 2–5 порядков и выявляет антиген даже когда невозможно сконцентрировать пробу либо на ранних стадиях бактериальной или вирусной инфекции. Не менее полезно и то, что иПЦР позволяет одновременно обнаруживать много разных антигенов, так как к антителам «пришиты» разные ДНК, амплифицируемые с уникальными праймерами, для которых можно использовать зонды разных конструкций [27], [30].
Применяют иммуно-ПЦР для поиска в пробах вирусных антигенов (например, ВИЧ), опухолеассоциированных антигенов (например, фактора роста эндотелия сосудов), прионов, бактериальных белков, токсинов (в том числе и небелковых, например, диэтилфталата) и других веществ [31].
Direct PCR, или ПЦР без выделения ДНК
Интересный продукт для ПЦР — наборы для постановки прямой реакции полимеризации. Для такой ПЦР не требуется выделения ДНК, достаточно просто добавить образец в пробирку с реагентами, проинкубировать и провести реакцию полимеризации.
Созданы наборы для прямой ПЦР тканей растений, цельной крови и мягких тканей лабораторных животных. Это решение позволяет сэкономить время, которое требуется на выделение НК, снизить риск перекрестной контаминации, а также потерю НК на стадии выделения.
Direct PCR не идеальна для точного количественного анализа, но такие наборы широко используются как экспресс-метод качественного анализа в полевых мобильных лабораториях и для предварительного скрининга большого количества образцов.
«Диаэм» — всё что нужно для ПЦР:
Материал предоставлен партнёром — компанией «Диаэм»
Варианты проведения реакции
Сегодня существуют десятки вариантов проведения ПЦР для разных целей, для повышения специфичности и эффективности. Разберем лишь несколько наиболее популярных и интересных.
ПЦР с горячим стартом
Известно, что Taq-полимераза может проявлять небольшую активность при комнатной температуре и даже когда пробирка с реакционной смесью находится во льду. Поэтому фермент всегда добавляют в смесь непосредственно перед запуском реакции. Но если, например, проб много, то какие-то из них некоторое время будут стоять уже с полимеразой, пока экспериментатор внесет ее во все пробирки. В этом случае есть вероятность получения неспецифически амплифицированных фрагментов.
Чтобы избежать такой неприятности, используют ПЦР с горячим стартом (hot start PCR), где в смесь добавляют полимеразу в комплексе с антителами, блокирующими ее активность. На первой стадии ПЦР (при 95 °С) антитела денатурируют, полимераза освобождается и только тогда начинает работу.
Ступенчатая ПЦР
При оптимальной температуре отжига праймеры иногда могут связываться и с не идеально комплементарными им участками, а вот если эту температуру немного повысить (например, до 72 °С), то специфичность гибридизации праймеров с матрицей можно существенно увеличить. На этом и основана ступенчатая ПЦР (touchdown PCR): первые циклы проводят при повышенной температуре отжига, постепенно снижая ее до оптимальной в следующих циклах. В результате поначалу вероятность неспецифичной амплификации снижается до минимума, а далее уже размноженные копии нужного фрагмента будут успешно конкурировать за праймеры с не полностью комплементарными им участками ДНК-матрицы.
«Холодная» ПЦР
COLD-PCR (CO-amplification at Lower Denaturation temperature-PCR) используют, когда необходимо выявить, например, однонуклеотидную мутацию гена, но при этом проба содержит ДНК-матрицу как с мутантным геном, так и с геном «дикого типа». Такая смесь типична для биоптатов или образцов крови онкологических больных, и потому этот анализ востребован в медицине для ранней диагностики рака или его рецидивов, а также для назначения индивидуальной терапии на основе молекулярного профилирования. Если делать стандартную ПЦР, то амплифицируются и мутантные, и немутантные аллели интересующего гена, причем последних будет значительно больше, и выявить мутацию будет очень трудно.
Принцип «холодной» ПЦР основан на том, что замена даже одного нуклеотида в одной из цепей ДНК-фрагмента приводит к изменению его температуры плавления, то есть температуры, при которой две цепи ДНК отсоединяются друг от друга. Это изменение составляет обычно 0,2–1,5 °С для фрагментов длиной до 200 п.н. Такая пониженная температура называется критической температурой денатурации (Тс): при ней эффективность ПЦР резко падает из-за малого числа денатурированных матриц [32]. То есть при Тс матрицы «дикого типа» денатурировать уже не будут, но будут те, в которых одна из цепей содержит нуклеотидную замену, отчего их Tm снижается до значения Тс. Для получения таких коротких диагностических матриц интересующий фрагмент вначале выделяют из тотальной ДНК биоматериала с помощью стандартной ПЦР. Мутантные формы среди этих фрагментов ищут уже с помощью COLD-PCR, которая проходит в несколько этапов (рис. 15):
После окончания всех циклов реакции полученные копии интересующего фрагмента секвенируют, чтобы точно установить место и тип мутации.
Рисунок 15. Схема «холодной» ПЦР.
Чтобы увидеть рисунок в полном размере, нажмите на него.
ПЦР длинных фрагментов
Применяют, когда нужно амплифицировать очень длинные фрагменты — более 5 т.п.н. В long-range PCR часто используют две полимеразы: Taq и Pfu. Первая может за один проход синтезировать длинную цепь ДНК, но при этом «застревает», совершив ошибку, потому что не умеет вырезать только что вставленные нуклеотиды. Вторая полимераза менее процессивна, зато способна исправлять ошибки. Так они друг другу и помогают: Taq ошибается, а Pfu исправляет, давая возможность «подружке» закончить синтез.
Мультиплексная ПЦР
Бывают случаи, когда в одной пробе необходимо выявить сразу несколько последовательностей. Например, при инфекции несколькими патогенами, при диагностике комплекса заболеваний или при выявлении мутаций (рис. 16). И чтобы не проводить много реакций, экономят время и реактивы — применяют мультиплексную ПЦР (multiplex PCR), то есть ПЦР со множеством праймеров. Суть ее в том, что в одну пробирку с ДНК-матрицей добавляют целый набор праймеров для одновременной амплификации нескольких интересующих фрагментов [24], [33].
Рисунок 16. Результаты мультиплексной ПЦР ДНК пациента с миодистрофией Дюшенна. К дистрофии приводят различные мутации экзонов гена белка дистрофина. На дорожке 7 нет полосы, соответствующей экзону 48 (длиной 506 п.н.) этого гена.
Однако при этом надо соблюдать такие условия:
Это ПЦР случайных полиморфных фрагментов ДНК — Random Amplification of Polymorphic DNA. К RAPD прибегают, когда нужно различить сходные геномы: виды бактерий, сорта растений, породы собак и т.д. Используют небольшой праймер (до 10 н.), который может гибридизоваться со многими случайными участками генома. Если правильно подобрать последовательность праймера и условия реакции, то в геле после электрофореза пробы будут отличаться друг от друга количеством и (или) расположением полос.
При всей схожести метода с rep-PCR, описанной под рисунком 10, последнюю всё-таки считают независимой техникой, отличающейся от RAPD своими характеристиками [34]. Так, RAPD менее специфична и хуже воспроизводится: любая мутация в комплементарном праймеру участке матрицы приводит к тому, что короткий праймер не гибридизуется с ним, и соответствующей полосы в геле не будет. Удлинение праймеров в rep-PCR до 20–22 н. сильно повышает воспроизводимость результатов.
Асимметричная ПЦР
Асимметричную реакцию (asymmetric PCR) проводят при желании получить амплифицированную копию участка только одной из цепей ДНК — например, для последующей гибридизации. В таком случае в реакционной смеси концентрация одного праймера должна быть намного выше, чем другого, и тогда на выходе будут превалировать фрагменты нужной цепи.
Метилспецифичная ПЦР
Геномная ДНК живых организмов, как правило, метилирована: после синтеза ДНК к небольшому проценту цитозинов и аденинов фермент ДНК-метилтрансфераза присоединяет метильную группу. Цели метилирования разнообразны: от регуляции экспрессии отдельных генов до регуляции целых процессов, таких как старение или канцерогенез.
Это свойство геномной ДНК эксплуатирует метилспецифичная ПЦР (methylation-specific PCR). Такой вариант ПЦР применяют, чтобы понять, метилирован ли определенный участок ДНК по цитозину.
Перед постановкой реакции ДНК-матрицу обрабатывают бисульфитом. Он преобразует неметилированные цитозины в урацилы, которые распознаются праймерами и полимеразой как тимины, а метилированные цитозины не трогает. Затем проводят две реакции с разными праймерами: в одну пробирку вносят праймеры, специфичные к последовательности с цитозинами, а в другую — к последовательности с урацилами. Если амплификация прошла в первой пробирке, значит ДНК на этом участке метилирована, если во второй — не метилирована.
ПЦР со вложенной парой праймеров
Она же — вложенная или гнездовая ПЦР (nested PCR). Полезна для уменьшения вероятности амплификации неспецифических фрагментов. Если, например, какие-то из праймеров «сядут» на незапланированные участки, после электрофореза в геле можно получить несколько полос — целевого фрагмента и побочных. Чтобы повысить специфичность реакции, используют два набора праймеров: первый — для амплификации более длинного фрагмента, второй — для амплификации внутреннего участка этого фрагмента (рис. 17). Несколько раундов ПЦР проводят с первым набором, а затем добавляют второй. Чтобы избежать продолжения амплификации с первыми праймерами, оба набора разрабатывают для отжига при разных температурах [24].
Рисунок 17. Схема вложенной ПЦР.
Инвертированная ПЦР
Этот вариант используют, когда известна последовательность (сиквенс) какого-то участка ДНК, но нужно амплифицировать вовсе не его, а то неизвестное, что его окружает. Например, необходимо узнать, в какое место генома встроился вирус с известным сиквенсом. Тогда-то и приходит на помощь инвертированная ПЦР (inverse PCR), которая состоит из нескольких этапов (рис. 18):
Рисунок 18. Схема инвертированной ПЦР.
ПЦР с перекрывающимися праймерами
Чаще всего для соединения двух фрагментов двухцепочечной ДНК используют метод рестрикции/лигирования, когда края этих фрагментов разрезают одинаковыми эндонуклеазами с образованием «липких» концов, а потом соединяют их с помощью лигазы. Однако с этой целью можно применять и метод ПЦР.
ПЦР с перекрывающимися праймерами, или продлением перекрывания (overlap extension PCR), выполняется в несколько этапов (рис. 19):
Этот же вариант ПЦР, но с небольшими модификациями, используют и для внесения мутаций, например, если из длинного фрагмента ДНК надо удалить какой-то участок.
Рисунок 19. Схема ПЦР с перекрывающимися праймерами.
Сборочная ПЦР
Этот вариант похож на предыдущий. Его используют для сборки синтетических молекул ДНК из отдельных фрагментов, например, чтобы получить синтетические гены или даже целые геномы.
В сборочной ПЦР (assembly PCR) используют одноцепочечные олигонуклеотиды длиной до 50 н., одна часть которых предназначена для образования одной цепи ДНК, а другая — для образования другой (рис. 20). Важно, чтобы эти олигонуклеотиды частично перекрывались концами (примерно на 20 нуклеотидов) с «соседями» на будущей противоположной цепи, поскольку они сами будут работать и праймерами, и матрицей. Во время первых 30 циклов ПЦР концы олигонуклеотидов удлиняются по матрице фрагментов противоположной цепи. К концу процесса каждый олигонуклеотид удлинится настолько, что превратится в отдельную цепочку будущей синтетической ДНК. Тогда в реакцию добавляют пару праймеров, комплементарных концам этой ДНК, и проводят дополнительные 23 цикла, получая на выходе множество копий синтетической ДНК.
Рисунок 20. Схема сборочной ПЦР.
Рисунок 21. Схема твердофазной ПЦР.
Твердофазная ПЦР
Ее применяют, например, для получения ДНК-микрочипов или при секвенировании на платформе Illumina. К твердой поверхности 5ˊ-концами пришивают праймеры, добавляют реакционную смесь и проводят твердофазную ПЦР (solid phase PCR, рис. 21). В первом цикле удлиняется некоторое количество праймеров, затем проводят промывку, чтобы удалить свободно плавающие в растворе ДНК-матрицы, добавляют новый раствор (но уже без матриц) и продолжают ПЦР. Одноцепочечные ДНК, торчащие над поверхностью, на этапе отжига изгибаются и гибридизуются с какими-то из соседних праймеров, становясь матрицами для удлинения этих праймеров. На этапе денатурации обе цепи расходятся, но всё равно остаются прикрепленными к поверхности, так как представляют собой продолжения праймеров [35].
In situ ПЦР
Это реакция, которую проводят непосредственно в клетках или тканях, например, для изучения внутриклеточного развития вирусов. Сначала клетки или ткань фиксируют на предметном стекле и обрабатывают протеазой, чтобы расщепить белки и освободить ДНК (или РНК, если собираются проводить ОТ-ПЦР). Затем прямо на стекло добавляют смесь для ПЦР и ставят препарат в амплификатор. Выявляют получившиеся фрагменты либо ДНК-гибридизацией, либо иммунологическими методами.
Капельная цифровая ПЦР
Цифровая ПЦР (digital PCR) — более точный и воспроизводимый метод количественного определения ДНК, чем ПЦР в реальном времени. Стандартная ПЦР проходит во всём объеме образца, а при цифровой пробу делят на большое количество маленьких субъединиц (компартментов) и проводят ПЦР в каждой из них отдельно. Методы разделения на компартменты в различных технологиях цифровой ПЦР отличаются друг от друга (используют масляную эмульсию, капилляры и т.д.), а реакцию проводят в планшетах с микролунками. Результаты визуализируют чаще всего с помощью системы TaqMan, но иногда применяют и интеркалирующие агенты, например, зеленую флуоресцирующую краску EvaGreen.
Метод цПЦР разработали австралийцы Алек Морли и Памела Сайкс в 1992 году, когда исследовали больных лейкемией [36]. В последующие годы разные исследовательские группы разрабатывали свои варианты, в том числе и варианты компартментализации. К сожалению, все они имели существенный недостаток — высокую трудоемкость: пробу надо было разделять на сотни (а то и тысячи) реакций объемом по нескольку микролитров каждая или проводить дополнительные реакции (например, иммобилизацию праймеров на магнитных шариках и гибридизацию продуктов ПЦР с флуоресцентными пробами, как в технологии BEAMing), а затем отдельно анализировать результаты.
От этих проблем экспериментаторов избавила капельная цифровая ПЦР (кцПЦР), или по-английски droplet digital PCR (ddPCR). Общепризнанным лидером в этой области является система цифровой капельной ПЦР — QX200 производства компании Bio-Rad. Эту методику разработала компания QuantaLife, а в 2011 году Bio-Rad приобрела права на технологию [37]. На рынке существует еще несколько систем капельной цифровой ПЦР: QuantStudio 3D и QuantStudio 12K Flex (обе производства Thermo Fisher Scientific), Biomark HD (от Fluidigm), а также RainDrop Plus (от RainDance Technologies), недавно купленный компанией Bio-Rad, но QX200 явно доминирует — за последние несколько лет систему упоминали в более чем 600 публикациях.
В ddPCR из 20 мкл образца, в котором требуется определить количество исследуемой ДНК, создают водно-маслянную эмульсию. Реакционную смесь разделяют на приблизительно 20 000 капель-реакций объемом около 1 нл каждая с помощью автоматического генератора капель (рис. 22). При этом генетический материал распределяется по каплям случайным образом: в них попадают как ДНК-мишени, так и фоновая ДНК. Процесс распределения целевой ДНК по каплям чисто случайный и подчиняется закону распределения малых чисел Пуассона. Перед разделением образца на капли не обязательно разводить его до концентрации, чтобы в каждой капле было либо 0, либо 1 копия ДНК-мишени: при анализе результатов учитываются ситуации, когда в одной капле находится более одной копии мишени.
Рисунок 22. Схема цифровой ПЦР с использованием системы QX200™ от Bio-Rad.
Капли вносят в 96-луночный планшет для ПЦР и помещают в циклер. Реакция проходит независимо в каждой капле (подробное руководство по капельной цифровой ПЦР на английском языке доступно на сайте Bio-Rad: Droplet Digital TM PCR Applications Guide). В тех каплях, куда попала ДНК-мишень, образуется ПЦР-продукт, что приводит к увеличению уровня флуоресцентного сигнала от флуоресцентной метки: либо TaqMan-зондов, либо интеркалирующего красителя. После ПЦР в специальном устройстве (ридере) капли независимо друг от друга проверяют на наличие или отсутствие в них флуоресцентного сигнала (рис. 23). Количество капель с положительным и отрицательным сигналами подсчитывают для каждого образца, а программное обеспечение выдает концентрацию ДНК-мишени в виде числа копий в микролитре. Анализ продукта проходит в конечной точке после проведения ПЦР [38].
Рисунок 23. Автоматическая шприц-пипетка ридера капель извлекает капли из каждой лунки планшета для ПЦР.
В кцПЦР определение количества ДНК-мишени проводят не относительно, используя калибровочную кривую, как в случае с ПЦР в реальном времени, а прямым подсчетом капель с наличием или отсутствием в них ДНК-мишени. Это существенно увеличивает стабильность системы и ее устойчивость к ингибиторам ПЦР.
При наличии только двух флуоресцентных каналов (FAM и HEX/VIC) система позволяет запускать 4—5-плексные реакции за счет использования смеси зондов с одной нуклеотидной последовательностью, но меченных красителями FAM и HEX/VIC в различных пропорциях. Возможно также проводить 2—3-плексные реакции с интеркалирующим красителем EvaGreen, используя различную «емкость» разноразмерных ПЦР-продуктов для интеркалятора, что позволяет независимо подсчитать количество этих продуктов по разнице уровня их флуоресценции.
С помощью капельной цифровой ПЦР можно определять:
Метод активно используют в различных областях, но наиболее часто при:
Несмотря на сходство применения цифровой ПЦР и ПЦР в реальном времени, скорее всего, в будущем ddPCR будет постепенно вытеснять real-time PCR как основной ПЦР-метод количественного определения ДНК.
Альтернативы ПЦР
В этой главе опишем наиболее интересные и перспективные методы изотермической амплификации, которые могут составить конкуренцию стандартной ПЦР, если нужно узнать, есть ли в пробе та или иная последовательность. Эти методы особенно полезны для медицины и сельского хозяйства в полевых условиях, когда нужно обнаружить патогены в образцах растительного или животного происхождения. Если же перед экспериментатором стоят генно-инженерные цели, например, клонирование генов, то здесь, конечно, ПЦР вне конкуренции.
Опосредованная образованием петель изотермическая амплификация
Метод описали японские ученые в 2000 году [39]. LAMP (loop-mediated isothermal amplification) использует Bst-полимеразу из Geobacillus stearothermophilus, совмещающую полимеразную и хеликазную активности, что дает возможность исключить фазу денатурации и проводить реакцию при 60–65 °С. Подробно о методе написано в статье «Поиск иголки в стоге сена за 10 минут — подсвети себе LAMPой» [40].
LAMP, в отличие от обычной ПЦР, использует не два, а четыре или шесть праймеров, что увеличивает специфичность реакции, но в то же время повышает вероятность артефактов и эффекта множественности полос в электрофорезном геле. Однако это, по сути, не недостаток, так как метод рассчитан на детектирование результата невооруженным глазом («позитив»/«негатив») без электрофореза.
Хеликазозависимая амплификация
В 2004 году сотрудники компании New England Biolabs (NEB) предложили свою альтернативу полимеразной цепной реакции — хеликазозависимую амплификацию (helicase-dependent amplification, HDA). В реакции авторы предложили использовать хеликазу UvrD Escherichia coli, SSB-белки gp32 фага Т4 и фрагмент Клёнова exo− (рис. 24). Хеликаза раскручивает ДНК, SSB-белки стабилизируют цепи в разделенном состоянии, а фрагмент Клёнова синтезирует новую ДНК от 3ˊ-конца праймеров. Реакция проходит при 37 °С. Однако если перед ее постановкой провести денатурацию ДНК при 95 °С, эффективность повышается в 1,5–2 раза [41], [42]. Коммерческие наборы, выпускаемые сейчас NEB, вместо фрагмента Клёнова содержат Bst-полимеразу, а вместо UvrD E. coli — термостабильную хеликазу UvrD Thermoanaerobacter tengcongensis (Tte-UvrD), что позволяет проводить реакцию при 65 °С [43].
Рисунок 24. Схема хеликазозависимой амплификации.
К сожалению, у этого метода есть и недостатки. Для получения результатов, сравнимых с результатами стандартной ПЦР, всё-таки необходимо провести предварительную денатурацию образца. К тому же максимальный размер амплифицируемого фрагмента не превышает 120 п.н. Однако по некоторым данным, HDA улавливает в пробе меньшую концентрацию целевой ДНК, чем LAMP [44]. А если использовать хелимеразу (особым образом сшитые Tte-UvrD и Bst-полимеразу), созданную компанией BioHelix, то размер амплифицируемого фрагмента увеличивается до 1,5 т.п.н. [45].
Рекомбиназная полимеразная амплификация
В 2006 году британские ученые из биотехнологической компании TwistDX LTD разработали метод изотермической рекомбиназной полимеразной амплификации (РПА), который может составить сильную конкуренцию как обычной ПЦР, так и ПЦР в реальном времени [46].
Главное отличие РПА от обычной ПЦР в том, что реакция может проходить при комнатной температуре (25 °С), а оптимально — при 37–40 °С. В РПА используют большой фрагмент Bsu-полимеразы, SSB-белки gp32 фага Т4 и его же рекомбиназу uvsX. Часть молекул рекомбиназы связывают с одним праймером, часть — с другим. После внесения в реакционную смесь такие молекулы сканируют ДНК в поисках комплементарных праймеру участков и, найдя их, инициируют процесс расплетения двухцепочечной молекулы и присоединения праймера (рис. 25). Расплетенную ДНК стабилизируют SSB-белки, а полимераза начинает синтез. Процесс АТФ-зависимый, поскольку энергия нужна для освобождения 3ˊ-конца праймера от молекул рекомбиназы. Размер амплифицируемого фрагмента ограничивается тысячей пар нуклеотидов, а минимальная длина праймера должна быть 30 н. для повышения его специфичности [46].
Рисунок 25. Схема рекомбиназной полимеразной амплификации.
Процесс может длиться 15–30 минут, включая экстракцию образцов, что намного быстрее стандартной ПЦР [47]. Этот метод амплификации лишен значительных недостатков (кроме требования строгого соблюдения условий реакции) и может легко модифицироваться в РПА с обратной транскрипцией и РПА в реальном времени — как с интеркалирующими агентами, так и с флуоресцентными зондами.
Весной 2017 года американские ученые предложили на основе рекомбиназной полимеразной амплификации в сочетании с технологией CRISPR-Cas новый метод диагностики — SHERLOCK. О нем «Биомолекула» уже рассказывала в статье «SHERLOCK — молекулярный сыщик спешит на помощь!» [48].
Компания Bio-Rad — партнер этой публикации
Компания Bio-Rad Laboratories, Inc USA («Био-Рад», США) является одним из мировых лидеров производства оборудования и реагентов для научных исследований. В рамках взаимодействия с научными, медицинскими, биотехнологическими и образовательными организациями «Био-Рад» предлагает современные технологии, оборудование и реагенты.
Система для капельной цифровой ПЦР
Высокопроизводительные ПЦР-системы Bio-Rad — это новейшие технологические достижения, обеспечивающие непревзойденную точность и воспроизводимость геномных экспериментов. Линейка продуктов включает в себя термоциклеры, системы для ПЦР в реальном времени, реагенты для ПЦР и пластик, а также новую систему капельной цифровой ПЦР QX200 Droplet Digital PCR System для абсолютной количественной оценки ДНК-мишени в образце.
Геномные технологии (генная экспрессия и генная модуляция)
Протеомные технологии (структурная и функциональная протеомика)
Клеточные технологии
Материал предоставлен партнёром — компанией «Био-Рад»
Применение ПЦР
1. Клиническая медицина
2. Криминалистика и судебная медицина
3. Генная инженерия
4. Антропология, палеонтология
5. Сельское хозяйство
Полимеразная цепная реакция — один из самых мощных и дешевых лабораторных методов. Его появление привело к воистину революционным изменениям в науке и медицине. И если сейчас для генетических экспресс-анализов появляются альтернативные техники, не требующие сложной аппаратуры, то в генетической инженерии ПЦР по-прежнему просто незаменима. Пожалуй, самые ценные свойства этого метода — совместимость с другими техниками и невероятная пластичность: они позволяют биологам и врачам с минимальными усилиями решать совершенно разные задачи. А главное, метод пока не исчерпал свой потенциал: до сих пор появляются всё новые его варианты, и, возможно, нас еще не раз удивят остроумные и неожиданные протоколы экспериментов, основанных на ПЦР.
Календарь
На основе статей спецпроекта мы решили сделать календарь «12 методов биологии» на 2019 год. Эта статья представляет февраль.